Изменение содержания микроРНК775А и ее роль в посттранскрипционной регуляции генов-мишеней в листьях кукурузы при гипоксии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Под действием гипоксии в растительном организме изменяется транскрипция генов, ответственных за адаптацию к стрессу, вызванному низким содержанием кислорода. Изменения метаболических путей в стрессовых условиях могут регулироваться микроРНК. Было установлено, что в листьях кукурузы под действием гипоксии увеличивается содержание микроРНК775А. Применение флуоресцентного зонда miR775A-ROX позволило установить увеличение количества РНК-индуцирующих комплексов сайленсинга (RISC), сформированных на основе микроРНК775А, в листьях кукурузы при развитии гипоксического стресса. Полученные результаты свидетельствуют о том, что микроРНК775А участвует в процессах адаптации организма к гипоксическим условиям путем регуляции экспрессии генов-мишеней на посттранскрипционном уровне по механизму РНК-интерференции.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. Н. Федорин

Воронежский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: bc366@bio.vsu.ru
Россия, Воронеж

А. Е. Хомутова

Воронежский государственный университет

Email: bc366@bio.vsu.ru
Россия, Воронеж

А. Т. Епринцев

Воронежский государственный университет

Email: bc366@bio.vsu.ru
Россия, Воронеж

Список литературы

  1. Епринцев А.Т., Анохина Г.Б., Гатауллина М.О., Федорин Д.Н. Роль эпигенетических механизмов в регуляции активности 2-ОГДГ и МДГ в листьях кукурузы (Zea mays L.) при гипоксии // Физиол. раст. 2021. Т. 68 (2). С. 187–193.
  2. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа, 1990. 351 с.
  3. Силина М.В., Джалилова Д.Ш., Макарова О.В. Роль микроРНК в регуляции клеточного ответа на гипоксию // Биохимия. 2023. Т. 88 (6). С. 913–932.
  4. Agarwal S., Grover A. Molecular biology, biotechnology and genomics of flooding-associated low O2 stress response in plants // Crit. Rev. Plant Sci. 2006. V. 25. P. 1–21.
  5. Ambawat S., Sharma P., Yadav N.R. et al. MYB transcription factor genes as regulators for plant responses: an overview // Physiol. Mol. Biol. Plants. 2013. V. 3. Р. 307–321.
  6. Bailey-Serres J., Chang R. Sensing and signalling in response to oxygen deprivation in plants and other organisms // Ann. Botan. 2005. V. 96. Р. 507–518.
  7. Bhattacharjee S., Roche B., Martienssen RA. RNA-induced initiation of transcriptional silencing (RITS) complex structure and function // RNA Biol. 2019. V. 9. P. 1133–1146.
  8. Chen C., Ridzon D.A., Broomer A.J. et al. Real-time quantification of microRNAs by stem-loop RT-PCR // Nucl. Acids Res. 2005. V. 33. P. e179.
  9. Du H., Feng B.R., Yang S.S. et.al. The R2R3-MYB transcription factor gene family in maize // PLoS One. 2012. V. 6. P. e37463.
  10. He L., Hannon G.J. MicroRNAs: small RNAs with a big role in gene regulation // Nat. Rev. Genet. 2004. V. 5. P. 522–531.
  11. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J., Williams P.M. Real time quantitative PCR // Genome Res. 1996. V. 6. P. 986–994.
  12. Hoeren F.U., Dolferus R., Wu Y., Peacock W.J., Dennis E.S. Evidence for a role for AtMYB2 in the induction of the Arabidopsis alcohol dehydrogenase gene (ADH1) by low oxygen // Genetics. 1998. V. 149. P. 479–490.
  13. Iwakawa H.O., Tomari Y. Life of RISC: formation, action, and degradation of RNA-induced silencing complex // Mol. Cell. 2022. V. 82. P. 30–43.
  14. Jones-Rhoades M.W., Bartel D.P., Bartel B. MicroRNAS and their regulatory roles in plants // Annu. Rev. Plant Biol. 2006. V. 57. P. 19–53.
  15. Joshua-Tor L. The Argonautes // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 2006. V. 71. P. 67–72.
  16. Kramer M.F. Stem-loop RT-qPCR for miRNAs // Curr. Protoc. Mol. Biol. 2011. CHAPTER: Unit15.10.
  17. Lagos-Quintana M., Rauhut R., Lendeckel W. et al. Identification of novel genes coding for small expressed RNAs // Science. 2001. V. 294. P. 853–858.
  18. Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2–ΔΔCt method // Methods. 2001. V. 25. P. 402.
  19. Mishra V., Singh A., Gandhi N. et al. A unique miR775-GALT9 module regulates leaf senescence in Arabidopsis during post-submergence recovery by modulating ethylene and the abscisic acid pathway // Development. 2022. V. 149 (4). P. dev199974.
  20. Moldovan D., Spriggs A., Yang J. et al. Hypoxia-responsive microRNAs and trans-acting small interfering RNAs in Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2010. V. 6. P. 165–177.
  21. Nicot N., Hausman J.F., Hoffmann L. et al. Housekeeping gene selection for real-time RT-PCR normalization in potato during biotic and abiotic stress // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 2907–2914.
  22. Partridge J.F., Scott K.S., Bannister A.J. et al. cis-acting DNA from fission yeast centromeres mediates histone H3 methylation and recruitment of silencing factors and cohesin to an ectopic site // Curr. Biol. 2002. V. 12. P. 1652–1660.
  23. Sadaie M., Iida T., Urano T. et al. A chromodomain protein, Chp1, is required for the establishment of heterochromatin in fission yeast // EMBO J. 2004. V. 23. P. 3825–3835.
  24. Song J.J., Smith S.K., Hannon G.J. et al. Crystal structure of Argonaute and its implications for RISC slicer activity // Science. 2004. V. 305. P. 1434–1437.
  25. Vaucheret H. Plant ARGONAUTES // Trends Plant Sci. 2008. V. 13. P. 350–358.
  26. Vazquez F. Arabidopsis endogenous small RNAs: highways and byways // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 460–468.
  27. Verdel A., Jia S., Gerber S. et al. RNAi-mediated targeting of heterochromatin by the RITS complex // Science. 2004. V. 303. P. 672–676.
  28. Vennapusa A.R., Somayanda I.M., Doherty C.J., Jagadish S.K. A universal method for high-quality RNA extraction from plant tissues rich in starch, proteins and fiber // Sci. Rep. 2020. V. 10 (1). P. 1–13.
  29. Voinnet O. Origin biogenesis, and activity of plant micro-RNAs // Cell. 2009. V. 136. P. 669–687.
  30. Yanfei D., Yueliang T., Cheng Z. Emerging roles of microRNAs in the mediation of drought stress response in plants // Experim. Bot. 2013. V. 64. P. 3077–3086.
  31. Zhang C., Fan L., Le B.H. et al. Regulation of ARGONAUTE10 expression enables temporal and spatial precision in axillary meristem initiation in Arabidopsis // Dev. Cell. 2020. V. 55. P. 603–616.
  32. Zeng Y., Cullen B.R. Sequence requirements for micro RNA processing and function in human cells // RNA. 2003. V. 9. P. 112–123. https://doi.org/10.1261/rna.2780503

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Относительный уровень микроРНК775А в листьях кукурузы при гипоксии. Белые столбцы – контроль (воздух), серые – среда азота.

Скачать (59KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Электрофореграмма образцов РНК-интерферирующего комплекса с микроРНК775А в листьях кукурузы при нормоксии (а) и гипоксии (б). 0, 1, 3, 6, 24 – время экспозиции растений в соответствующих экспериментальных условиях (здесь и на рис. 3).

Скачать (121KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Электрофореграмма образцов комплекса РНК-индуцированного транскрипционного сайленсинга с микроРНК775А в листьях кукурузы при нормоксии (а) и гипоксии (б).

Скачать (97KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024